2. 样本类型与实验设计

测序实验的成败,往往在拿到样本、决定“测什么、怎么测”的那一刻就已经决定了大半。同一份生物材料,提取成 DNA 还是 RNA、打成单细胞悬液还是保留为组织块,后续可回答的生物学问题完全不同;而同一个科学问题,用全基因组重测序、外显子捕获、转录组或单细胞转录组去回答,成本、数据结构和分析路径也相差悬殊。本节的核心,就是建立“样本类型—实验目标—测序策略”三者之间的匹配判断能力。

一、三类样本的本质差异

DNA 样本反映的是基因组的“静态信息”。它相对稳定、易保存,提取后可在 −20 ℃ 或 −80 ℃ 长期存放,对降解的容忍度较高。DNA 测序回答的是“有什么变异、拷贝数如何、序列是什么”,例如 SNP/InDel、结构变异、拷贝数变异、物种鉴定、甲基化(经亚硫酸氢盐转化后)。DNA 的复杂度高、重复序列多,因此对读长和覆盖均匀性有特定要求。

RNA 样本反映的是“动态表达信息”。它极不稳定,RNase 无处不在,采样后必须立即液氮速冻或使用 RNAlater 等保护试剂,提取过程需在低温、无 RNase 环境下进行。RNA 测序回答的是“哪些基因在表达、表达量多少、有哪些剪接异构体、融合基因”,其最大特点是存在 rRNA 占比极高(总 RNA 中常达 80%~90%)以及表达量动态范围极大(可跨越 5~6 个数量级)。因此 RNA 建库的关键动作是“去 rRNA”或“富集 mRNA(polyA 捕获)”,否则测序数据会被 rRNA 严重稀释。

单细胞样本则是在 RNA 基础上增加了“空间分辨率”维度。它要求组织被解离为高质量单细胞悬液,核心质控指标是细胞活率(一般要求 > 80%~90%)和细胞浓度(常见目标 700~1200 cells/μL),且需避免细胞团聚和游离核酸。单细胞测序回答的是“细胞异质性、细胞类型组成、发育轨迹、稀有细胞亚群”等问题,其数据量按细胞数放大,一个 5000 细胞的实验通常需要数万至数十万 reads/细胞的有效数据。

样本类型 → 实验目标 → 测序策略 匹配关系 DNA 样本 稳定 · 可长期保存 反映基因组静态信息 复杂度高 · 重复序列多 目标:变异 / 拷贝数 / 物种 RNA 样本 不稳定 · 需速冻保护 反映动态表达信息 rRNA 占比高 · 动态范围大 目标:表达量 / 剪接 / 融合 单细胞样本 需高质量细胞悬液 活率 > 80% · 浓度 700~1200/μL 数据量按细胞数放大 目标:异质性 / 轨迹 / 亚群 策略:WGS / WES / Panel 读长 2×150 bp · 深度 30×~100× 全基因组重测序 / 外显子捕获 关注覆盖均匀性与去重率 策略:polyA / 去 rRNA 建库 读长 2×150 bp · 20~40 M reads 链特异性建库保留方向信息 关注 rRNA 残留与 3' 偏好 策略:10x / 微孔板单细胞 读长 2×150 bp · 数万 reads/细胞 UMI + 细胞条形码标记 关注双细胞率与空液滴 匹配原则:先定问题,再定样本,最后定策略 ① 问题决定分辨率:变异→DNA;表达→RNA;异质性→单细胞 ② 样本质量决定可行性:RNA 降解 / 细胞活率不足时,先补救再建库 ③ 策略决定成本与深度:深度、读长、细胞数需与目标精度匹配

二、实验目标如何反向决定策略

实验设计应从“问题”出发,而不是从“手头有什么样本”出发。若目标是检测胚系致病位点,通常选择全外显子测序(WES),目标区域约 30~50 Mb,推荐有效深度 ≥ 100×,以保证杂合位点被稳定检出;若目标是肿瘤体细胞突变,则需肿瘤—对照配对样本,肿瘤样本深度常需 200× 以上,以捕捉低丰度变异。若目标是差异表达分析,常规 RNA-seq 每组 3 个生物学重复、每样本 20~30 M reads 即可满足多数基因的定量需求;但若关注低表达基因或可变剪接,则需提高到 50~100 M reads。

单细胞实验的设计逻辑又不同:它首先受限于细胞数。假设要区分 10 种细胞类型,每种类型至少需要 100~200 个细胞才能稳定估计比例,则总细胞数应达到 2000~5000 个,并预留 20%~30% 的损耗。测序深度上,若只做细胞分群,约 20 000~50 000 reads/细胞即可;若要做拟时序或差异表达,则建议 50 000~100 000 reads/细胞。这里存在一个典型的权衡:细胞数越多,单细胞深度越浅;细胞数越少,单细胞深度越深。设计时必须明确“优先保细胞数还是保深度”。

三、样本质量与建库策略的联动

样本质量直接决定建库路线。以 RNA 为例,若 RIN 值 ≥ 7,可采用标准 polyA 富集建库;若 RIN 在 4~7 之间,polyA 捕获效率下降、3' 偏好增强,此时可改用去 rRNA 建库或专门的低质量 RNA 建库方案;若 RIN < 4,则常规转录组已不可靠,需考虑降解样本专用试剂盒或改用 qPCR 等替代方案。DNA 方面,若样本存在严重降解(如 FFPE 样本),短读长建库会因片段过短而效率低下,需采用专门修复损伤的建库方式,并接受更高的重复率。

单细胞样本的质控更为严格。解离后应尽快上机,避免细胞在悬液中长时间停留导致活率下降和基因表达谱漂移。上机前建议用台盼蓝染色或自动细胞计数仪复核活率与浓度,若活率低于 80%,可尝试死细胞去除(如磁珠去除或流式分选),但需注意分选过程本身可能引入应激基因表达。一个常见的教学示例是:某组织解离后活率仅 65%,直接上机后空液滴比例偏高、有效细胞数远低于预期;经死细胞去除后活率提升至 88%,有效细胞回收率明显改善。这类判断依据应成为实验记录的一部分。

四、匹配原则的落地检查

在正式建库前,建议用一份简短的匹配检查表逐项确认,避免“样本—目标—策略”错配。以下为可直接参考的检查项:

检查项DNA 样本RNA 样本单细胞样本
核心质量指标浓度、A260/280、完整性RIN 值、A260/280活率、浓度、团聚率
关键前置处理片段化、末端修复去 rRNA 或 polyA 富集死细胞去除、过滤
推荐测序深度WGS 30×;WES 100×20~40 M reads/样本20 000~100 000 reads/细胞
常见失败原因降解、污染、重复率高rRNA 残留、3' 偏好活率低、双细胞率高
结果判读重点覆盖均匀性、变异可信度表达量分布、重复一致性细胞分群、标记基因富集
判断顺序建议固定为:先明确生物学问题所需的分辨率(变异 / 表达 / 异质性),再评估样本能否支撑该分辨率(质量、数量、降解程度),最后才选择建库方式与测序深度。任何一步不满足,都应先回到上一步调整,而不是强行进入建库。

需要强调的是,测序策略没有“最好”,只有“匹配”。同一份血液样本,提取 DNA 做 WGS 与提取 RNA 做转录组,得到的是完全不同的信息维度;同一份肿瘤组织,做 bulk RNA-seq 得到的是平均表达谱,做单细胞测序得到的是细胞组成图谱。实验设计的专业能力,正体现在能否根据目标精度、样本条件和预算约束,做出可解释、可复现、可判读的选择。