3. 样本采集标准操作流程

多组学实验的成败，往往在样本离开受试者身体的那一刻就已经决定了大半。转录组对 RNA 降解极其敏感，代谢组对离体后的酶促反应和氧化极为敏感，微生物组则对采集容器、厌氧条件和冻融次数高度敏感。因此，本节不讨论“要不要规范”，而是直接给出血液、组织、尿液、粪便、细胞五类样本的可执行采集规范，以及采集时间点、抗凝剂/保存液选择和采集记录的具体做法。

一、采集前必须锁定的三个变量

在动手采任何样本之前，先把三个变量固定下来，否则后续所有组学数据都难以横向比较。

• 时间点：代谢组与转录组存在明显的昼夜节律。建议同一队列的所有受试者统一在晨起空腹（禁食 8–12 h）状态下采集，采血时间窗控制在 07:00–09:00。若研究必须做多时间点，则各时间点相对基线的时间偏移应记录到分钟级，例如“给药后 0、0.5、1、2、4、8 h”。
• 抗凝剂：不同组学对采血管的要求不同。EDTA 管适用于血浆代谢组、cfDNA、流式；肝素管会严重干扰 LC-MS 代谢组和 PCR，一般不推荐；枸橼酸钠管主要用于凝血相关研究。RNA 专用管（如含保护剂的采血管）可在室温稳定数小时至数天，适合多中心远距离运输。
• 保存液/稳定液：组织需 RNAlater 或液氮速冻；尿液需加叠氮钠或直接干冰速冻；粪便需用 DNA/RNA 保护液或直接 −80 ℃ 冻存；悬浮细胞需用对应培养基或冻存液。

二、五类样本的采集规范

血液。静脉穿刺后弃去前 2 mL（减少穿刺损伤引入的细胞碎片和凝血因子），再依次采集。若同时做代谢组和转录组，建议先采 EDTA 血浆管，轻柔颠倒混匀 8–10 次，2 h 内于 4 ℃、1500–2000 ×g 离心 10 min，吸取上层血浆，避免吸到白膜层；再分装成 100–200 μL/管，−80 ℃ 保存。PBMC 需用 EDTA 管，在 4 h 内用密度梯度离心分离，避免室温久置导致 RNA 降解。全血 RNA 采集后应立即加入 RNA 保护液或使用专用采血管。

组织。手术或活检取材后，应在 30 min 内完成处理。将组织切成约 3–5 mm³ 小块，PBS 漂洗去除血液，分成三份：一份入 RNAlater（4 ℃ 过夜后转 −80 ℃），一份液氮速冻后 −80 ℃ 保存（用于代谢组/蛋白组），一份 10% 福尔马林固定（用于病理验证）。取材部位应避开坏死区和脂肪组织，并在记录中标注“肿瘤/癌旁/正常”及距边缘距离。

尿液。推荐采集晨起中段尿，弃去前段。采集后立即记录体积和采集时间，4 ℃、1500 ×g 离心 10 min 去除细胞和沉淀，上清分装。若不能立即冻存，可加入终浓度 0.02% 叠氮钠抑制细菌生长，但需在记录中注明。尿液代谢组对采集时间极敏感，同一研究应统一为晨尿或 24 h 尿。

粪便。自然排便于洁净容器中，避免尿液污染。30 min 内用无菌勺取内部未接触空气的部分，分装至冻存管，每管 100–200 mg，立即液氮速冻或 −80 ℃ 保存。若做微生物组，应避免反复冻融；若做代谢组，建议同时保留一份不加保护液的原始样本。记录排便时间、采集时间、样本性状（布里斯托分型）。

细胞。贴壁细胞用预冷 PBS 洗 2 次，胰酶消化后终止，4 ℃、300 ×g 离心 5 min，弃上清，PBS 重悬再离心一次。细胞沉淀可直接加裂解液提取 RNA，或加冻存液（90% FBS + 10% DMSO）程序降温后液氮保存。悬浮细胞直接离心收集。所有操作尽量在冰上完成，并记录细胞代次、汇合度和处理条件。

三、采集记录：让样本可追溯

采集记录不是形式，而是后续数据解释和异常排查的依据。建议每份样本至少记录以下字段：受试者编号、样本类型、采集日期与精确时间、禁食时长、抗凝剂/保存液类型与批号、离心参数（转速、时间、温度）、从采集到冻存的时间间隔、冻存温度、操作人。对于组织样本，还需记录取材部位、病理类型、肿瘤细胞比例（如有）。对于粪便，记录布里斯托分型和是否使用抗生素。对于细胞，记录细胞系名称、代次、汇合度和处理条件。

四、常见错误与判断依据

以下错误在样本采集阶段最常见，且往往在数据阶段才暴露：

采集规范的核心不是“越复杂越好”，而是同一研究内所有样本执行同一套可复现的操作。只要时间点、抗凝剂、保存液、离心参数和冻存时间间隔在队列内保持一致，并在记录中完整留痕，后续组学数据才具备可比性和可解释性。